成体マウス肝臓内における複雑な胆管樹状構造を三次元的に可視化するため、マウスより摘出した肝臓組織中の胆管を蛍光免疫染色法で染色、その後の標本を組織透明化試薬SeeDB1)で透明化し、FV3000を用いて肝内胆管樹状構造を三次元的に観察しました。
H-E 染色. x 64. 生物学 - マウスを使った研究をしています。飼育しているマウスが死亡した後、肝臓・膵臓・腎臓を保存し、後にhe染色（膵臓はインスリン染色も）で観察する予定です。保存の方法として、ホルマリン保存と凍結保 更にシリコーンオイル浸対物レンズを用いたところ、より深い場所を高精細に撮影するができ、胆管とは三次元的に離れた位置に胆管マーカーを発現する細胞塊が存在していることがわかりました。このことから、肝障害時におこる胆管リモデリングの際に、その構造を制御する機構が存在する可能性が示唆されました。最近では、肝臓組織を効果的に透明化できるSeeDB試薬と共焦点顕微鏡の組み合わせにより、胆管の三次元構造をより効果的に可視化する実験系を構築し、今回のFV3000を使用した研究では胆管リモデリングに必要な分子メカニズムの一端を解明しました。共焦点顕微鏡を用いた三次元組織構造の解析は、胆管をはじめとする肝臓の様々な組織・構成細胞の動態を知るうえできわめて有効です。今回の実験では、食餌投与による肝障害モデルにおいてリモデリングした胆管の３次元構造を解析しました。高感度ディテクターを備えたFV3000を使用することで、低倍レンズでは広い視野を明るく高解像に撮影することができ、アベレージングや撮影枚数を抑えたスピーディーな観察により、定量に足る多くの視野の画像を得ることができました。発生・再生の過程や種々の病態の背景となる組織リモデリング・細胞間相互作用の理解を通じて、肝疾患に対する新たな診断・治療法の開発や再生医療分野への応用といった面での貢献にもつながるものと期待しています。Please adjust your selection to be no more than 5 items to compare at onceK. 12-40 胆嚢横断全景. 12-41 胆嚢の上皮. 肝臓(Liver)は上皮性の組織で、成人では体重の2％(60kgなら1.2kg)を占める臓器といわれる。消化器として扱われることが多いのは肝臓の付属器である胆管が胆汁（脂肪消化に関与）を生成することや、肝臓自体が消化管上皮から分化したものであるため。 H-E 染色. HE染色像では肝臓の脂肪の沈着と炎症性細胞の浸潤 が観察できるが，WT，Nrf2-null，p62-null，DKOの4系統 のマウスでは観られなかった。またSirius red染色では，肝 臓の線維化が観察できるが，HE染色同様に4系統のマウ スに線維化は観られなかった。 2.2 30週齢 4hne染色は酸化ストレスを起こした組織では基本的に細胞質に染まります（核にも染まることはある）。通常の免疫染色とは異なりホルマリン固定では非特異的な反応が多く、無処置の肝臓でも染まってくるため、ホルマリン固定組織は要注意。 HE染色像では肝臓の脂肪の沈着と炎症性細胞の浸潤 が観察できるが，WT，Nrf2-null，p62-null，DKOの4系統 のマウスでは観られなかった。またSirius red染色では，肝 臓の線維化が観察できるが，HE染色同様に4系統のマウ スに線維化は観られなかった。 2.2 30週齢 例えば、脳などで片側が染まりが濃く、反対側は染まりが薄いなどの経験はありませんか！？これらは我々の実験結果から①灌流時間が数分と短いことで固定液が行き届いた所と届かない所で染色性に差が出てしまう。②ポンプを用いること、或いはシリンジを押す個人差などで、強制的に固定液を流して毛細血管が詰まる。などが原因かと考えています。また、ISHでは灌流固定することで顕著に検出感度を上げ、シグナルを強くすことができます。下記に灌流固定した腎臓と、灌流固定しない（摘出後、直ちに固定液に浸漬）腎臓でのISHの染色比較写真を載せます。色々聞き回ったところ、シリンジやペリスタリックポンプを用て行う方が一般的には多いようです。手軽さでは良いのでしょうが、この方法を我々はお薦めしていません。我々の実験で『脳、脊髄、下垂体、神経節(DRG)、肝臓、腎臓、副腎、脾臓、膵臓、舌、リンパ節、脂肪、乳腺、唾液腺、胎仔』などの組織を用いてISHやIHCを行う場合は、染色性が良くなるという結果が得られています。この方法で、マウス・ラット・動物によって流速（流量）と固定液の総量を決めることで全体にムラなく固定液を行き届かせることが出来ます。貴重な動物を無駄にすることがなくなり、標本の品質と再現性を向上させることにも成功しました。当社では、この染色不良（固定不良）を無くす為に、点滴法を用いた落差式で約１時間送液を行っています。というのは、シリンジやポンプで灌流固定した組織を提供いただき染色した経験があるのですが、、、、その場合、非常に高い確率で染色不良があったり、同じ切片上でムラが出たりすることが多々あります。酷い場合は、染まる領域と染まらない領域があったりします。それも人によって方法や灌流時間も違いますし、しない方もいます。我々は、灌流固定の方法、或いはするしないで大きく染色結果に影響することを経験しています。実験動物を用いた組織染色で、灌流固定は非常に重要なのですが、そんなの関係あるの？と意外に簡単に考えていないでしょうか！？Beta-ActinとVegfの2種類のポジコンプローブでISHを行いました。灌流固定しないマウス腎臓では非常にシグナルも弱く、染色ムラが見られました。組織の形態観察においては灌流固定しない方が綺麗でHE染色などには適していますが、分子病理的解析には灌流固定は必須ですね。 Kamimoto, K. Kaneko, CY. 灌流固定しないマウス腎臓では非常にシグナルも弱く、染色ムラが見られました。組織の形態観察においては灌流固定しない方が綺麗でhe染色などには適していますが、分子病理的解析には灌流固定は必須 … 実験でマウスを妊娠させることを行っていて、マウスの膣栓を毎朝朝7時30分ごろ確認し、確認すると個別飼育を行っていますが、ちっとも妊娠が成立いたしません。膣栓があれば7割は妊娠するときいていましたが。マウスはBalb/c、雄雌とも10週齢～12週齢のものを扱っています。質問としては(1)時間帯がもっと早いほうがいいのか？膣栓は数時間で落ちてしまうと聞いております。（ちなみに部屋は7－19時で自動照明です）(2)膣栓をみる際、不慣れなせいもありマウスをもつと暴れてしまいますがそうしたことが妊娠成立しないことと関係あるのか？だとすればハンドリングを事前にするべきか？(3)個別飼育するケージになにか工夫が必要なのか？以上3つです。よろしくお願い申し上げます。マウスの胚(E11.5)の凍結切片の作製を行なっているのですが、顕微鏡で観察すると組織のところに泡が入っていて泡のある部分の組織が崩れたり、抜けてしまっています。包埋の条件は解剖後、4%PFAで4℃45分固定後15%, 30% シュークロース／PBSで置換した後、コンパウンドで包埋してドライアイス上で凍結しています。クリオスタットの庫内の温度は－20℃で切片の厚さは10μmです。包埋する時にコンパウンドには泡が入っておりません。また組織の周辺に泡は見られず組織の中にみられます。解決方法で考えられることがございましたら、よろしくお願いいたします。マウスを使った研究をしています。飼育しているマウスが死亡した後、肝臓・膵臓・腎臓を保存し、後にHE染色（膵臓はインスリン染色も）で観察する予定です。保存の方法として、ホルマリン保存と凍結保存する方法の２つを考えています。マウスが死亡してから保存するまで長いと半日程度経過してしまうことがあるのですが、ホルマリンと凍結とどちらの方が望ましいのでしょうか。分かりづらく、大変申し訳ありませんが、宜しくお願いします。お探しのQ&Aが見つからない時は、教えて!gooで質問しましょう！
12-38 胎児の肝臓1. ラット he染色(正常組織) マウス he染色(正常組織) ラット he染色 (疾患モデル・病変部位) マウス he染色 (疾患モデル・病変部位) サル he染色・免疫染色 (正常組織) その他生物 he染色; ネコ・イヌの腫瘍病変; 樹脂包埋標本 （研磨・薄切） 免疫染色・特殊染色
ヒト. ステインマウスを使用した染色結果を示す． 図2は，大腸癌培養細胞（hct 116）をマウス脾門部から移植し，肝臓内への微小転移実験を 行った肝臓組織である．肝臓内に転移した腫瘍細胞とクッパー細胞の局在を示している．写真左 概要 [].
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